【正文】 ， 即為大鼠肛溫 。 ? 采用鼠尾袖帶加壓阻斷法測量大鼠的血壓 ，以鼠尾光電容積脈搏波隨袖帶壓力下降而重新出現(xiàn)作為收縮壓的檢測信號 ， 配以高增益低噪音放大器 ， 以聲 、 光顯示容積脈搏波 ， 使血壓檢測信號的識別靈敏度提高 ， 保證了儀器的測量準確性 。 ? 動物的年齡不同給藥劑量也有差異 。 ? 四 、 人與動物給藥劑量的換算 ? 動物某種用藥劑量的確定來自于實踐 ， 由于人與動物對同一藥物的耐受性相差很大 ， 動物的耐受性比人大 ， 因此在用藥時必須將人的用藥劑量換算成動物的用藥劑量 。 兔也可用腹腔注射給藥 。 ? （ 2） 鼠：鼠尾靜脈有三條 ， 位于鼠尾的皮下 ， 左右兩側(cè)和背側(cè)各一條 ， 可以清晰辨認 。 左手保定動物 ， 右手持灌胃器 ， 插入動物口中 ， 沿咽后壁緩慢經(jīng)食道插入胃腔 。但動物不可能像人那樣根據(jù)醫(yī)囑按時服藥或接受護士的注射給藥。 用量：犬 1~， 兔和鼠 1ml/kg體重 ， 一次緩慢靜脈注射 。 對犬等體型較大的動物呼吸抑制不明顯 ， 但對鼠類有嚴重的呼吸抑制作用 ，且對兔和鼠的鎮(zhèn)痛效果不可靠 。 ? 兔和鼠麻醉后常有肌肉緊張 ， 宜與烏拉坦合用 ， 臨用前將兩藥等量混合 ， 用 60℃等滲鹽水配制成 5 ~ 10% 溶液 ， 按1~2ml/kg體重 ， 靜脈注射 。腹腔注射時對腹膜刺激性較大，最好不用。以乙醚（ ether）為例，乙醚吸入麻醉誘導濃度為10%~20%，維持濃度為 4%~5%。捕捉大鼠的方法是：用右手捏住鼠尾向后牽拉，用戴帆布手套（熟練者也可徒手）的左手拇指和食指迅速、準確的捏緊大鼠雙耳背面的皮膚，手掌和其余手指將鼠體壓于實驗臺面，然后將其軀體夾于手中，即可將大鼠保定，進行灌胃、注射、采血等。每個飼養(yǎng)盒內(nèi)放 1~2只成年大鼠為宜，特殊動物（用藥后、術(shù)后、懷孕）需單獨籠養(yǎng)。 ? 3．飼養(yǎng)方法 鼠的喂養(yǎng)方法非常簡單，只需每日將壓制好的塊狀飼料放于不銹鋼絲蓋的食槽內(nèi)，鼠便可自行覓食。 ? 目前，大多數(shù)飼養(yǎng)室均采用盒式飼養(yǎng)，并排在多層支架上，以節(jié)省空間。 ? 五、價格低廉 ? 由于科研費用較為緊張，在選擇實驗動物時，動物的價格也是一個重要的因素。但目前靈長類動物來源很少，飼養(yǎng)條件較高、價格昂貴，因而不宜作為首選的實驗動物，退而求其次，其他哺乳類動物則是較為常用的實驗動物。第一章 常用動物實驗方法 醫(yī)學研究需要進行大量的基礎(chǔ)實驗和臨床試驗，由于醫(yī)學倫理和法律的限制，大部分基礎(chǔ)實驗和臨床試驗是不允許在人體上進行的，至少不能首先在人體上進行，因而實驗動物學（ laboratory animal science）便應(yīng)運而生。據(jù)此而論，哺乳動物中與人類最接近的靈長類動物（猴、狒狒、猩猩）是最理想的實驗動物。所以，應(yīng)選擇繁殖和飼養(yǎng)條件的較低的實驗動物，如鼠，兔等。飼養(yǎng)室要每天通風、清掃、沖洗，保持良好的環(huán)境衛(wèi)生。目前各動物中心均有飼料加工機械裝置，備有現(xiàn)貨，可隨時購買。飼養(yǎng)籠為 50 35 35cm大小六面鋼絲籠，其中一面留有活動式開門和飼料盒。因此，在給于大鼠灌胃、注射、采血時，需要將其保定。 ? 1．吸入麻醉保定法 吸入麻醉劑包括乙醚、氟烷、異氟烷、甲氧氟烷、氧化亞氮等。此藥對呼吸和循環(huán)都有抑制作用，肌松不佳，故多只用于全麻誘導或與其他藥物配合使用。 10%水合氯醛溶液：兔和鼠腹腔注射300mg/kg體重 。 肌肉 、 腹腔和靜脈注射均可 。 合用藥液要臨用前配制 ， 4h內(nèi)使用 ， 濃度為每毫升含硫噴妥鈉 25mg和 γ羥基丁酸鈉 50mg。 第四節(jié) 實驗動物的給藥途徑 在藥理和毒理學以及臨床實驗研究中，需要給動物一定劑量的藥物以觀察藥物的療效、毒性、最佳劑量和最佳給藥時間等。 ? 注意事項：大鼠和小鼠灌胃前最好禁食 6h。 注射時要注意消毒 ， 注射后要壓迫止血 。 ? 2． 腹腔注射 鼠腹腔大網(wǎng)膜血液循環(huán)豐富 ，對藥物吸收快而完全 ， 因而腹腔注射是大鼠和小鼠最常用的給藥方法 。 ? 6． 腦室注射法 詳見本章第九節(jié) 。 腦室注射可進一步減量 。 ? 一 、 大鼠血壓的檢測 ? 1． RBP1型大鼠血壓計的結(jié)構(gòu)和原理 ? RBP1 型大鼠血壓 計 （ blood pressure meter for rat model， RBP1） 是一種無創(chuàng)性大鼠尾壓心率測量儀 ， 由滑動式大鼠固定器 、 網(wǎng)套及卡板 、 鼠尾袖帶 、 光電容積脈搏波傳感器 、心率數(shù)字顯示器等部件組成 。 ? 二 、 大鼠體溫的檢測 ? 1． 普通溫度計測量 牢固保定或麻醉后固定大鼠 ， 將肛管內(nèi)糞便擠出 ， 用普通溫度計 （ 甩至35℃ 以下 ） 經(jīng)肛門輕輕插入肛管約 ~2cm， 以溫度計尖端的水銀部分全部插入為宜 。 測量皮下 、 肌肉或腹腔內(nèi)溫度時 ， 注意嚴格消毒 ， 無菌操作 ， 皮膚切口以能插入熱敏探頭為宜 。 ? （ 1） 視覺反應(yīng)亞試驗 （ visual placing subtest） ： 分為前方刺激反應(yīng)和側(cè)方刺激反應(yīng) ，得分 0~4分 。 評分標準同前 。 ? 迷津的種類和裝置繁多 ， 有三個基本部分組成：起步區(qū) —— 放置動物；目標區(qū) —— 放置食物或稱安全區(qū)；跑道 —— 有長有短 ， 或直或彎 ， 有一個或幾個交叉口供動物選擇到達目標區(qū)的方向或徑路 。 ? （ 2） 復雜訓練：系按上述方法訓練完成后 ， 改用 Ⅱ 臂為起步區(qū) ， 動物在遭遇電擊后直接逃至 Ⅰ 臂為正確反應(yīng) ， 逃至 Ⅲ 臂為錯誤反應(yīng) 。 ? 注意事項： ① 如在目標區(qū)放置食物 ，則動物需在試驗前禁食 ， 使其體重減至原體重的 85%， 動物才具有攝取食物的驅(qū)動力和動機 。 圖 12B、 C中的 “ 1” 和 “ 2” 是指訓練第 1天和第 2天爬梯放置的位置 ， 也即第 1天和第 2天訓練大鼠分別游至 “ 1” 和 “ 2” 處 。 ? 2． 鼠尾靜脈 是鼠常用的采血部位 ， 但采血量通常少于 ， 只能用于微量血樣檢測 ， 而且同一部位不適于反復采血 。 ? 二 、 剪尾割耳采血法 ? 1． 鼠剪尾采血法 保定動物 ， 露出尾巴 ， 用45~50℃ 溫鹽水浸泡片刻使血管擴張 ， 酒精擦拭消毒后 ，用刀片或剪刀剪去尾尖 ~， 血液即可自行流出 ，此法可反復使用 ， 每次采血量小鼠 0 . 1 ml， 大鼠~。 ? 1． 兔耳中央動脈 是兔最常用的的采血部位 ，一次抽血可達 10ml以上 。 具體方法：助手將動物保定絕對牢固 ， 操作者在兔 （ 鼠 ） 心前區(qū)用碘酊消毒 ， 左手固定局部皮膚 ， 右手持注射器 ， 在心前區(qū)心臟波動處經(jīng)肋間隙扎入左心室 ， 當注射器內(nèi)有鮮紅回血時可確認已刺入左心室 ， 然后抽取所需要的血量 ，迅速拔除注射器 。 第八節(jié) 腦立體定位術(shù) ? 在動物實驗中 ， 有時需要在較少損傷中樞神經(jīng)系統(tǒng)的情況下 ， 把微細的電極或?qū)Ч苡心康牡夭迦肽X的某些深部結(jié)構(gòu) ， 這種定向安置的技 術(shù) 稱 為 腦 立 體 定 位 術(shù) （ stereotaxic technique of brain） 。 。 如 前 囟 或 耳 間 線 前 2 mm（ AP+2mm） ， 前囟或耳間線后 3mm（ AP－ 3mm） ， ? 二 、 操作步驟 ? 1． 儀器校驗 校驗?zāi)X立體定向儀 （ 以江灣 I型 C腦立體定向儀為例 ） 、 電極 、 移動架各滑尺是否保持直角 ， 螺絲是否松動 ，頭部固定裝置是否與立框平行 ， 兩側(cè)對稱程度如何等 。 ? （ 3）開顱：剪去頭部毛，沿矢狀縫作 2~3cm長切口，剝離筋膜及肌肉，推開骨膜，暴露骨縫，并用 3%雙氧水洗凈。按鑒定結(jié)果 ， 標出尖端位置的坐標 ， 并繪在鼠腦圖譜上 ， 逐步測量統(tǒng)計備用 。 ? 二 、 操作步驟 ? 現(xiàn) 以 基 底 外 側(cè) 杏 仁 核 （ basolateral amygdaloid nucleus） 為例進行介紹 。 ? 3． 微量注射 取羥戊甲嗎啡 1mg， 溶于 1ml生理鹽水 ， 將帶有微量注射管的塑料管灌滿 ， 接上已裝有生理鹽水的 2181。 大多數(shù)實驗標本 ， 在灌注后可緊接著進行固定 ， 所以也稱為經(jīng)心臟灌注固定術(shù) 。 灌注固定前 ， 先將輸液管內(nèi)灌入生理鹽水 ， 使輸液管內(nèi)水流通暢 ， 切忌管內(nèi)有氣泡 ， 如有氣泡可堵在血管 ， 影響灌注效果 。 如此沖洗直到肝臟或舌尖 、 瞬膜變白 ， 表明灌注效果良好 ， 停止灌